2. Главная
  3. Архив номеров
  4. Выпуск журнала Том 6 №1 за 2022 год
  5. Козлова В.В., Поздняков Д.И. Митохондриальная дисфункция гепатоцитов при экспериментальном моделировании метаболического синдрома

Козлова В.В., Поздняков Д.И. Митохондриальная дисфункция гепатоцитов при экспериментальном моделировании метаболического синдрома

Скачать ссылку в pdf-формате

Дата публикации: 01.03.2022                                                       
DOI: 10.51871/2588-0500_2022_06_01_3                    
УДК 616.36-001.6; 616-008.9                                      

МИТОХОНДРИАЛЬНАЯ ДИСФУНКЦИЯ ГЕПАТОЦИТОВ ПРИ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОМ МОДЕЛИРОВАНИИ МЕТАБОЛИЧЕСКОГО СИНДРОМА

В.В. Козлова1, Д.И. Поздняков2

1Пятигорский научно-исследовательский институт курортологии филиал Федерального государственного бюджетного учреждения «Северо-Кавказский федеральный научно-клинический центр Федерального медико-биологического агентства», г. Пятигорск, Россия

2Пятигорский медико-фармацевтический институт – филиал Волгоградского государственного медицинского университета Министерства Здравоохранения России, г. Пятигорск, Россия

Аннотация. По показателям состояния дыхательной функции митохондрий печени крыс проведено изучение митохондриальных дисфункций, развивающихся при моделировании метаболического синдрома, в двух вариантах: с помощью диетиндуцированной модели с раствором фруктозы, и в результате комбинации гиперкалорийной диеты (сало, фруктоза) и стрептозотоцина в субдиабетогенной дозе. Оба варианта моделирования патологии привели к существенному изменению респирометрической функции митохондрий, по изменению максимальной степени потребления кислорода, в условиях утилизации различных субстратов окисления: глюкозы, пирувата, лактата и глутамата.

Ключевые слова: эксперимент, крысы, дыхательная функция митохондрий, метаболический синдром.

MITOCHONDRIAL DYSFUNCTION OF HEPATOCYTES IN EXPERIMENTAL MODELING OF METABOLIC SYNDROME

V.V. Kozlova1, D.I. Pozdnyakov2

1Pyatigorsk Scientific and Research Institute of Balneology, the Branch of the FSBI “North-Caucasian Federal Research-Clinical Center of FMBA of Russia”, Pyatigorsk, Russia

2Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute, the Branch of the Volgograd State Medical University of the Ministry of Health of Russia, Pyatigorsk, Russia

Annotation. According to the indicators of the state of the respiratory function of rat liver mitochondria, the study of mitochondrial dysfunctions developing during the modeling of metabolic syndrome in two variants was carried out: using a diet-induced model with a fructose solution, and as a result of a combination of a high calorie diet (fat, fructose) and streptozotocin at a subdiabetic dose. Both variants of pathology modeling led to a significant change in the respiratory function of mitochondria in terms of changes in the maximum oxygen consumption rate, under conditions of utilizing various oxidation substrates: glucose, pyruvate, lactate, and glutamate.

Key words: experiment, rats, mitochondria’s respiratory function, metabolic syndrome.

Введение. Употребление высококалорийной пищи с низким содержанием клетчатки, сниженная физическая активность относятся к факторам риска развития метаболических нарушений с последующим развитием сердечно-сосудистых патологий (ишемической и гипертонической болезни), абдоминального ожирения и атерогенной дислипидемии, а также нарушений инсулинорезистентности, которые и формируют метаболический синдром (МС), становясь причиной инвалидизации и преждевременной смертности [1].

Экспериментально установлено, что содержание крыс на безвитаминной и обогащенной жирами и сахарами (фруктоза) диете приводит к снижению в крови гормонов щитовидной железы (тироксина и трийодтиронина), тестостерона, на фоне повышения уровня гликемии и инсулинемии, причем последние нарушения являются основной причиной метаболических поражений сосудов сердца.

Для воспроизведения основных признаков и проявлений МС в экспериментальных исследованиях нашли широкое применение такие химические препараты, как мерказолил, стрептозотоцин (СТЗ), дексаметазон, аллоксан, ауротиоглюкоза. К недостаткам моделирования МС с помощью вышеуказанных диабетогенных веществ относится их цитотоксичность, необходимость коррекции дозы и подбор кратности ведения препаратов под контролем уровня глюкозы в крови [2-3].

Несмотря на широкий спектр соединений, применяемых при моделировании патологии, чаще всего для поражения инсулинпродуцирующих клеток используют аллоксан и стрептозотоцин, и благодаря не только структурному сходству с глюкозой, но и сходным механизмам воздействия на β-клетки поджелудочной железы с участием транспортера белка GLUT-2. Однако между действием этих препаратов на организм животных существуют и отличия. Во-первых, введение аллоксана способствует формированию нарушений внутриклеточного гомеостаза кальция и посредством разрушающего влияния свободных радикалов кислорода и недостаточности антиоксидантных механизмов приводит к дефрагментации ДНК. Во-вторых, повреждающее влияние аллоксана выражается в гибели β-клеток поджелудочной железы и развитии некротических изменений [4].

Механизмы действия на клетки поджелудочной железы антибиотика стрептозотоцина осуществляются посредством алкилирования и стимуляции образования свободных радикалов – оксида азота и пероксинитрита, разрушающих рецепторы белка GLUT-2, воздействуя на ДНК. В результате цитотоксического влияния СТЗ на поджелудочную железу часть β-клеток погибает, а в оставшихся клетках снижается функциональная активность, оказывая влияние на выработку инсулина [5].

Использование в качестве рафинированных углеводов фруктозы для экспериментального моделирования МС было продиктовано исследованиями, указывающими на развитие инсулинорезистентности, формирование стеатоза в печени и рост массы тела на фоне употребления в пищу углеводородов с преобладанием фруктозы. Проведены исследования, установившие стимуляцию секреторной активности в панкреатических β-клетках под воздействием избыточного поступления фруктозы, развивающейся на фоне отсутствия в этих клетках переносчика для фруктозы (GLUT5) [6]. В результате метаболизма фруктозы стимулируется активный синтез жиров в печени и накопление углеводов, используемых в липогенезе. Экспериментально установлено, что введение в пищевой стандартный рацион грызунам 10% раствора фруктозы на протяжении 6 недель приводит к развитию гипергликемии, триглицеридемии, висцеральному ожирению и повышению массы тела [7].

Гиперкалорийная диета на основе животных жиров (свиное и говяжье сало) или растительных масел (кокосовое и оливковое масла) так же повышает калорийность суточного рациона на 50-60%, приводя к достоверному увеличению массы тела, отложению триглицеридов в печени, способствуя развитию стеатогепатита и фиброза тканей [8].

Таким образом, для моделирования ожирения, дислипидемии и резистентности к инсулину на негенетических моделях у грызунов используются различные типы диет с высоким содержанием жиров. Экспериментальное моделирование МС на диетиндуцированных моделях, благодаря своей простоте и хорошей воспроизводимости, а также степени получения достоверных результатов, приводит к серьезным метаболическим нарушениям на органном, клеточном и субклеточном уровнях [9].

Митохондриальная дисфункция представляет собой неспецифический механизм повреждения клеток, который связан с нарушением структурно-функциональной целостности митохондрий, приводящей к изменениям филогенетически отработанной системы всей «энергетической станции» в клетке посредством целого каскада патогенетических реакций [10].

В связи с этим, принципиально новым как в теоретическом, так и в экспериментальном плане является поиск и раскрытие механизмов митохондриальных дисфункций при патологии МС, полученной различными вариантами моделирования: первый – введения в пищевой стандартный рацион грызунам 20% раствора фруктозы, второй – гиперкалорийной диеты (сало, фруктоза) с последующим введением СТЗ в субдиабетогенной дозе (по 25 мг на кг животного). Полученные данные позволят обосновать направленность методов коррекции метаболических процессов, влияющих на восстановление структурной целостности и функциональной активности клеток печени [11]. Вместе с тем, исследований в этом направлении пока не проводилось.

Цель исследования – изучение митохондриальных дисфункций в печени крыс, развивающихся при моделировании комбинированного метаболического синдрома с помощью гиперкалорийной диеты (сало, фруктоза) и стрептозотоцина, а также диетиндуцированной модели с использованием раствора фруктозы по состоянию дыхательной функции митохондрий печени.

Методы и организация исследования. Согласно дизайну эксперимента, было проведено рандомизируемое и контролируемое исследование на 30 крысах-самцах линии Вистар при введении в эксперимент 2-х месячного возраста, массой 180-220 г, находящихся на стандартном рационе питания гранулированным кормом. Условия содержания и проведение манипуляций с крысами соответствовали требованиям СП 2.2.1.3218-14 «Санитарно-эпидемиологические требования к устройству, оборудованию и содержанию экспериментально-биологических клиник (вивариев)»; ГОСТ 33215-2014 Руководство по содержанию и уходу за лабораторными животными» и Европейской конвенции по защите позвоночных животных, используемых в экспериментальной и научной практике (ETS № 123, Страсбург, 1986), с изменениями от 22 июня 1998 года.

Животных разделяли на 3 группы, где: первая – контрольная, группа интактных животных, получавших стандартный лабораторный корм и питьевую воду (КГ, n=6), вторая – опытная группа с экспериментальным моделированием комбинированного метаболического синдрома (МС1, n=14), третья – опытная группа с экспериментальным моделированием метаболического синдрома и введением в стандартный рацион 20% фруктозы (МС2, n=10).

Моделирование комбинированного метаболического синдрома осуществляли посредством содержания животных на гиперкалорийной диете (ГД), состоящей из ежедневного введения в стандартный рацион 10% раствора фруктозы и животного жира – сала свиного (по 10 г для каждого животного), сочетанных с однократным внутрибрюшным введением стрептозотоцина (производитель Alfa Aesar США, 2020) в физиологическом растворе ex tempore в субдиабетогенной дозе (по 25 мг/кг массы тела животных). Раствор СТЗ вводили крысам на 41 день ГД, утром, после предварительного 6-и часового голодания, при свободном доступе к питьевой воде. Перед декапитацией из эксперимента были исключены устойчивые к СТЗ животные, т.е. крысы, у которых по результатам исследований глюкометром и глюкозотолерантным тестом был установлен нормальный уровень глюкозы в крови, сопоставимый с контрольными значениями.

На 65 день эксперимента животных декапитировали, под хлоралгидратным наркозом (350 мг/кг), производя забор печени. Митохондриальную фракцию печени получали путем градиентного центрифугирования гомогената. Печень гомогенизировали в механическом гомогенизаторе Поттера, в среде 1 ммоль ЭГТА + 215 ммоль маннита + 75 ммоль сахарозы + 0,1% раствор БСА + 20 ммоль HEPES при рН 7,2. Гомогенат центрифугировали в течение 2 минут при ускорении 1100g. Супернатант переносили в пробирки Эппендорф и наслаивали 10% раствор перколла (Sigma-Aldrich). Полученную смесь повторно центрифугировали в течение 10 минут при ускорении 18000g. Надосадочную жидкость отбрасывали, осадок ресуспендировали в 1 мл изолирующей среды и центрифугировали в течение 5 минут, при 10000 g в среде выделения (1 ммоль ЭДТА, 215 ммоль маннита, 75 ммоль сахарозы, 0,1% раствор БСА, 20 ммоль HEPES, с рН 7,2).

Анализ состояния дыхательной функции митохондрий печени проводили на отечественной системе лабораторного респирометра АКПМ1-01Л (Альфа-Бассенс, РФ) с использованием протокола анализа SEAHORSE. Изменение функциональной активности митохондрий оценивали по изменению максимальной степени потребления кислорода (OCR) в условиях утилизации различных субстратов окисления: Глюкоза 10 ммоль/л, Пируват 15 ммоль/л, Лактат 10 ммоль/л и Глутамат 20 ммоль/л. Субстраты были предоставлены компанией Sigma-Aldrich (Германия). Объем анализируемого биообразца составлял 275 μл, вводимых анализаторов – 25 μл. OCR выражали в ppm с учетом содержания белка в образце. Концентрацию белка определяли по методу Бредфорда [12].

Обработку данных производили с применением пакета статистического анализа STATISTICA 6.0. Сравнение групп средних производили методом ANOVA с пост-тестом Краскела-Уоллиса при p<0,05. Данные выражали в виде Медиана ± межквартильный размах.

Результаты исследования и их обсуждение. В ходе анализа дыхательной функции митохондрий в группе животных МС1 превалирующим субстратом окисления является глюкоза, но в то же время в митохондриях отмечалась возможность утилизации молочной и пировиноградной кислот (рис. 1, 2, 3, 4). Стоит отметить, что максимальное OCR после добавления глутамата в анализируемую митохондриальную фракцию было статистически значимо ниже по отношению к другим субстратам окисления.  У крыс группы КГ отмечена тенденция к снижению потребления глюкозы по отношению к группе МС1, о чем свидетельствует уменьшение OCR на 6,0%, однако в этой группе на 18% отмечалась повышенная способность митохондрий печени утилизировать пируват. Потребление глутамата у крыс группы КГ было достоверно меньше аналогичного у животных МС1 в 1,81 раз (p<0,05). При использовании в качестве субстрата окисления лактата OCR в группах животных КГ и МС1 статистически значимо не отличалась, но была ниже на 10,6%.

Рис. 1. Изменение максимальной степени потребления кислорода (OCR) в условиях утилизации глюкозы при двух вариантах моделирования метаболического синдрома

Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (пост-тест Краскела-Уоллиса, p<0,05); #- – статистически значимо относительно группы животных с МС (пост-тест Краскела-Уоллиса, p<0,05)

Рис. 2. Изменение максимальной степени потребления кислорода (OCR) в условиях утилизации пирувата при двух вариантах моделирования метаболического синдрома

Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (пост-тест Краскела-Уоллиса, p<0,05)

Рис. 3. Изменение максимальной степени потребления кислорода (OCR) в условиях утилизации лактата при двух вариантах моделирования метаболического синдрома

Примечание: во всех случаях p>0,05

Рис. 4. Изменение максимальной степени потребления кислорода (OCR) в условиях утилизации глутамата при двух вариантах моделирования метаболического синдрома

Примечание: * – статистически значимо относительно группы интактных животных (пост-тест Краскела-Уоллиса, p<0,05)

Измерение максимальной степени потребления кислорода (OCR) в условиях утилизации различных субстратов окисления при втором варианте экспериментального моделирования МС2 (введение в стандартный рацион 20% фруктозы) показало следующие результаты. Во-первых, как и ожидалось, глюкоза была доминирующим субстратом окисления, но ее потребление, как и способность утилизировать пируват, в биообразцах группы МС2 были практически на уровне референтных значений. Во-вторых, по данным OCR отмечено, что степень утилизации молочной и пировиноградной кислот в образцах группы МС2 была выше, чем в группе с МС1. 

Самое большое отличие OCR наблюдалось после добавления глутамата в анализируемую митохондриальную фракцию группы МС2, что, как и в группе МС1, было статистически значимо ниже по отношению к другим субстратам окисления.  При использовании в качестве субстрата окисления лактата OCR в группах интактных животных КГ и МС1/МС2 практически не отличалась.

Таким образом, проведенное исследование показало, что обе экспериментальные модели метаболического синдрома приводят к изменению митохондриальной функции гепатоцитов. Так, в группах животных МС1 и МС2 наблюдалась повышенная способность митохондрий к утилизации пирувата при неизменной степени утилизации лактата, что косвенно свидетельствует об увеличении интенсивности гликолиза и, соответственно, о развитии лактат-ацидоза [13]. В группе МС1 также было установлено увеличение потребления глюкозы, вероятно опосредованного дезрегуляцией митохондрий и снижением активности Mfn2 [14]. Стоит отметить повышенную степень утилизации глутамата в обеих группах животных с метаболическим синдромом по отношению к контрольной группе крыс. Глутамат в условиях физиологической нормы участвует только в реакциях цикла Кребса (глутаминолиз до α-кетоглутарата) и не является субстратом окисления [15]. В то же время в условиях митохондриальной дисфункции утилизация глутамата может повышаться за счет его прямого окисления митохондриями в системе OXPHOS при частичном подавлении клеточного дыхания метаболитами фруктозы, в частности фруктозо-1,6-дифосфатом. Увеличение окисления глутамата может свидетельствовать об истощении OXPHOS, снижении активности цитозольных митохондриальных ферментов и монокарбоксилатных транспортеров, т.е. развитии митохондриальной дисфункции [16]. 

Заключение. Полученные новые экспериментальные данные свидетельствуют о существенном изменении дыхательной функции митохондрий печени в условиях моделирования метаболического синдрома относительно интактных крыс.

Моделирование патологии комбинированного метаболического синдрома с помощью гиперкалорийной диеты (сало, фруктоза) и стрептозотоцина в субдиабетогенной дозе, а также диетиндуцированной модели с использованием раствора фруктозы, у экспериментальных животных привело к повышенной утилизации глутаминовой кислоты, что является неблагоприятным прогностическим фактором и свидетельствует об истощении внутриклеточного пула АТФ, необходимого для выживания клетки.

Экспериментальное моделирование метаболического синдрома способствует повышению утилизации пировиноградной кислоты, что более отчетливо проявилось на патологии комбинированного метаболического синдрома, в то время как утилизация лактата во всех группах находится примерно на одном уровне, что свидетельствует о активации компенсации гликолиза.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

  1. Успенский Ю.П. Метаболический синдром. Учебное пособие / Ю.П. Успенский, Ю.В. Петренко, З.Х. Гулунов, Н.Л. Шапорова, Ю.А. Фоминых, Р.М. Ниязов // СПб. – 2017. – 60 с.
  2. Лещенко Д.В. Моделирование метаболического синдрома у животных действием химических агентов и диеты / Д.В. Лещенко, Н.В. Костюк, Е.Н. Егорова, М.Б. Белякова, М.В. Миняев, М.Б. Петрова // Вестник ТвГУ. Серия «Химия». – 2015. – № 2. – С. 141-152.
  3. Walde S.S. Molecular target structures in alloxan-induced diabetes in mice / S.S. Walde, C. Dohle, P. Schott-Ohly, H. Gleichmann // Life Sci. – 2002. –Vol. 71. – P. 1681-1694.
  4. Lenzen S. The mechanisms of alloxan- and streptozotocin-induced diabetes / S. Lenzen // Diabetologia. – 2008. – Vol. 51. – № 2. – P. 216-226.
  5. Kim H.R. Role of Ca2+ in alloxan-induced pancreatic beta-cell damage / H.R. Kim, H.W. Rho, B.H. Park, J.S. Kim, U.H. Kim, M.Y. Chung // Biochim Biophys Acta. – 1994. – Vol. 1227. – P. 87-91.
  6. Решетняк М.В. Патогенетическое обоснование лабораторной диагностики и медикаментозной коррекции нарушений обмена фруктозы при метаболическом синдроме / М.В. Решетняк // Автореф. дис. … канд. мед. наук. – М. – СПб. – 2011. – 27 с.
  7. Решетняк М.В. Модель метаболического синдрома, вызванная кормлением фруктозой: патогенетические взаимосвязи обменных нарушений / М.В. Решетняк, В.Н. Хирманов, Н.Н. Зыбина, М.Ю. Фролова, Г.А. Сакута, Б.Н. Кудрявцев // Медицинский академический журнал. – 2011. – Т. 11. – № 3. – С. 23-27.
  8. Абрамцова А.В. Теоретическое обоснование коррекции метаболического синдрома природными минеральными водами в перспективе экспериментальных исследований / А.В. Абрамцова, Н.В. Ефименко, Д.С. Сопрун, В.Ф. Репс // Курортная медицина. – 2017. – № 4. – С. 16-19.
  9. Спасов А.А. Экспериментальная модель сахарного диабета типа 2 / А.А. Спасов, М.П. Воронкова, Г.Л. Снигур, Н.И. Чепляева, М.В. Чепурнова // Биомедицина. – 2011. – № 3. – С. 12-18.
  10. Воронков А.В. Митохондриальная дисфункция при нейродегенеративных и ишемических поражениях головного мозга. / А.В. Воронков, Д.И. Поздняков, С.Л. Аджиахметова, Н.М. Червонная, Э.Т. Оганесян, Е.А. Олохова // Экспериментальные и клинические аспекты: монография. – Казань: Бук. – 2020. – 198 с.
  11. Козлова В.В. Предикторы реализации терапевтических эффектов нативных и модифицированных янтарной кислотой минеральных вод ессентукского типа при митохондриальной дисфункции в печени / В.В. Козлова, Д.И. Поздняков, Т.М. Симонова, Т.М. Товбушенко // Современные вопросы биомедицины. – 2020. – Т. 4(3). [Электронный ресурс] Режим доступа: https://svbskfmba.ru/arkhiv-nomerov/2020-3/kozlova-v-v-pozdnyakov-d-i (Дата обращения: 15.12.2020).
  12. He F. Bradford Protein Assay / F. He // Bio-101. – 2015. – № e45. DOI: 10.21769/BioProtoc.45.
  13. Gray L.R. Regulation of pyruvate metabolism and human disease / L.R. Gray, S.C. Tompkins, E.B. Taylor // Cell Mol Life Sci. – 2014. – Vol. 71(14). – P. 2577-2604. DOI: 10.1007/s00018-013-1539-2.
  14. Prince A. Oxidative metabolism: glucose versus ketones / A. Prince, Y. Zhang, C. Croniger, M. Puchowicz // Adv Exp Med Biol. – 2013. – № 789. – P. 323-328. DOI: 10.1007/978-1-4614-7411-1_43.
  15. Bradley C.A. Glutamine-fuelled OXPHOS – a new target in MCL / C.A. Bradley // Nat Rev Cancer. – 2019. – Vol. 19(7). – P. 363. DOI: 10.1038/s41568-019-0161-5.
  16. Nesci S. Glucose and glutamine in the mitochondrial oxidative metabolism of stem cells / S. Nesci // – 2017. – № 35. – P. 11-12. DOI: 10.1016/j.mito.2017.04.004.

REFERENCES

  1. Uspenskij Yu.P. Metabolic syndrome. Textbook / Yu.P. Uspenskij, Yu.V. Petrenko, Z.Kh.Gulunov, N.L. Shaporova, Yu.A. Fominykh, R.M. Niyazov // SPb. – 2017. – 60 p.
  2. Leshchenko D.V. Modeling of metabolic syndrome in animals by applying chemical agents and diet / D.V. Leshchenko, N.V. Kostyuk, E.N. Egorova, M.B. Belyakova, M.V. Minyaev, M.B. Petrova // Bulletin of TvSU. Series: Chemistry. – 2015. – № 2. – P. 141-152.
  3. Walde S.S. Molecular target structures in alloxan-induced diabetes in mice / S.S. Walde, C. Dohle, P. Schott-Ohly, H. Gleichmann // Life Sci. – 2002. –Vol. 71. – P. 1681-1694.
  4. Lenzen S. The mechanisms of alloxan- and streptozotocin-induced diabetes / S. Lenzen // Diabetologia. – 2008. – Vol. 51. – № 2. – P. 216-226.
  5. Kim H.R. Role of Ca2+ in alloxan-induced pancreatic beta-cell damage / H.R. Kim, H.W. Rho, B.H. Park, J.S. Kim, U.H. Kim, M.Y. Chung // Biochim Biophys Acta. – 1994. – Vol. 1227. – P. 87-91.
  6. Reshetnyak M.V. Pathogenetic substantiation of laboratory diagnostics and pharmacological correction of fructose metabolism disorders in case of metabolic syndrome / M.V. Reshetnyak // Dissertation abstract for a degree of the Candidate of Medical Sciences. – M. – SPb. – 2011. – 27 p.
  7. Reshetnyak M.V. Model of metabolic syndrome caused by feeding with fructose: pathogenetic correlations of metabolic disorders / M.V. Reshetnyak, V.N. Khirmanov, N.N. Zybina, M.Yu. Frolova, G.A. Sakuta, B.N. Kudryavtsev // Medical Academic Journal. – 2011. – Vol. 11. – № 3 – P. 23-27.
  8. Abramtsova A.V. Theoretical substantiation of the correction of metabolic syndrome with natural mineral waters in the perspective of experimental research / A.V. Abramtsova, N.V. Efimenko, D.S. Soprun, V.F. Reps // Resort Medicine. – 2017. – № 4. – P. 16-19.
  9. Spasov A.A. Experimental model of type II diabetes / A.A. Spasov, M.P. Voronkova, G.L. Snigur, N.I. Cheplyaeva, M.V. Chepurnova // Biomedicine. – 2011. – № 3. – P. 12-18.
  10. Voronkov A.V. Mitochondrial dysfunction in neurodegenerative and ischemic brain lesions / A.V. Voronkov D.I. Pozdnyakov, S.L. Adzhiakhmetova, N.M. Chervonnaya, E.T. Oganesyan, E.A. Olokhova // Experimental and Clinical Aspects: a Monograph. – Kazan’: Buk. – 2020. – 198 p.
  11. Kozlova V.V. Predictors of the therapeutic effects of native and succinic acid-modified mineral water (Essentuki type) in case of mitochondrial hepatic dysfunction / V.V. Kozlova, D.I. Pozdnyakov, T.M. Simonova, T.M. Tovbushenko // Modern Issues of Biomedicine. – 2020. – Vol. 4(3). [Electronic resource] Access mode: https://svbskfmba.ru/arkhiv-nomerov/2020-3/kozlova-v-v-pozdnyakov-d-i (Accessed on 15.12.2020).
  12. He F. Bradford Protein Assay / F. He // Bio-101. – 2015. – № e45. DOI: 10.21769/BioProtoc.45.
  13. Gray L.R. Regulation of pyruvate metabolism and human disease / L.R. Gray, S.C. Tompkins, E.B. Taylor // Cell Mol Life Sci. – 2014. – № 71(14). – P. 2577-2604. DOI: 10.1007/s00018-013-1539-2.
  14. Prince A. Oxidative metabolism: glucose versus ketones / A. Prince, Y. Zhang, C. Croniger, M. Puchowicz // Adv Exp Med Biol. – 2013. – № 789. – P. 323-328. DOI: 10.1007/978-1-4614-7411-1_43.
  15. Bradley C.A. Glutamine-fuelled OXPHOS – a new target in MCL / C.A.  Bradley // Nat Rev Cancer. – 2019. – Vol. 19(7). – P. 363. DOI: 10.1038/s41568-019-0161-5.
  16. Nesci S. Glucose and glutamine in the mitochondrial oxidative metabolism of stem cells / S. Nesci // Mitochondrion. – 2017. – № 35. – P. 11-12. DOI: 10.1016/j.mito.2017.04.004.

СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ:
Виктория Вячеславовна Козлова – кандидат фармацевтических наук, заведующий  Отделом изучения механизмов действия физических факторов ПНИИК ФФГБУ СКФНКЦ ФМБА России, Пятигорск, e-mail: Адрес электронной почты защищен от спам-ботов. Для просмотра адреса в вашем браузере должен быть включен Javascript..
Дмитрий Игоревич Поздняков – кандидат фармацевтических наук, доцент кафедры фармакологии с курсом клинической фармакологии Пятигорского медико-фармацевтического института – филиала ФГБОУ ВО «Волгоградский государственный медицинский университет» МЗ РФ, Пятигорск e-mail: Адрес электронной почты защищен от спам-ботов. Для просмотра адреса в вашем браузере должен быть включен Javascript..

INFORMATION ABOUT THE AUTHORS:
Viktoria Vyacheslavovna Kozlova – Candidate of Pharmaceutical Sciences, Head of the Department of Researching Mechanisms of Physical Factors’ Action, Pyatigorsk Scientific and Research Institute of Balneology, the Branch of the FSBI “North-Caucasian Federal Research-Clinical Center of FMBA of Russia”, Pyatigorsk, e-mail: Адрес электронной почты защищен от спам-ботов. Для просмотра адреса в вашем браузере должен быть включен Javascript..
Dmitrij Igorevich Pozdnyakov – Candidate of Pharmaceutical Sciences, Associate Professor of the Department of Pharmacology with a Course of Clinical Pharmacology, Pyatigorsk Medical and Pharmaceutical Institute, the Branch of the Volgograd State Medical University of the Ministry of Health of Russia,  Pyatigorsk, e-mail: Адрес электронной почты защищен от спам-ботов. Для просмотра адреса в вашем браузере должен быть включен Javascript..

Для цитирования: Козлова В.В. Митохондриальная дисфункция гепатоцитов при экспериментальном моделировании метаболического синдрома / В.В. Козлова, Д.И. Поздняков// Современные вопросы биомедицины. – 2022. – Т. 6. – № 1. DOI: 10.51871/2588-0500_2022_06_01_3
For citation: Kozlova V.V. Mitochondrial dysfunction of hepatocytes in experimental modeling of metabolic syndrome / V.V. Kozlova, D.I. Pozdnyakov // Modern Issues of Biomedicine. – 2022. – Vol. 6. – № 1. DOI: 10.51871/2588-0500_2022_06_01_3

Поиск